(1) Az RNS-DNS hibridek (R-hurkok) az életfa minden szintjén előforduló epigenetikai markerek. Az R-hurkok akkor alakulnak ki, amikor egy RNS molekula a vele homológ DNS molekulával hibridizál, létrehozva ezzel egy RNS-DNS hibridet és egy kitaszított egyszálú DNS szakaszt. A korai tudományos kutatások az R-hurkokat a genom-instabilitás potenciális forrópontjainak tekintette, mivel az egyszálú rész hajlamos a DNS károsítására, és mutációt vagy kromoszómális átrendezéseket hozhat létre. Egyre több bizonyíték utal azonban arra, hogy az R-hurkok masszívan jelen vannak fiziológiás körülmények között is és olyan kritikus sejtfolyamatokat szabályoznak, mint például a transzkripciós faktorok kötődése, génexpresszió vagy heterokromatin-képződés. Éppen ezért, ezeknek a struktúráknak a pontos azonosítása és jellemzése kulcsfontosságú. Eredményeink alapján, a nukleinsav fragmentálása szonikálással, valamint az RNase A kezelés elhagyása javíthat az RNS-DNS hibridek azonosításának specificitásán. Továbbá, a restrikciós enzim emésztés a hosszú DRIP fragmentumok felülreprezentációjához vezet, ami kifejezetten jellemző a gének első exonjára. Ez a torzított mintavételezés rontja a módszer felbontóképességét, valamint az R-hurkok egy részének pontos biológiai funkciójának a meghatározását. (2) A meiózis és meiotikus rekombináció az öröklődés és az evolúciós variabilitás esszenciája. A rekombináció egy programozott esemény, amely a szülői allélok új kombinációit eredményezik rekombináns és nem rekombináns útvonalakon keresztül. A meiotikus rekombinációt a DNS duplaszáltörések kialakulása indítja el a korai profázisban. Ezt a folyamatot a konzervált, topoizomeráz-szerű Spo11 kromoszóma-tengely fehérje katalizálja. Az utóbbi időkben, számos fajban feltérképezték a DNS duplaszáltöréseket teljes-genom szinten. Ezek a tanulmányok írták le, hogy a DNS duplaszáltörések diszkrét forrópontokban csoportosulnak a genomban és hierarchikus szinten szabályozottak. Ezek a forrópontok élesztő rendszerben, főképp GC-gazdag, H3K4me3 hisztonmódosítással határolt, intergénikus nukleoszóma mentes régiókban találhatóak, promóterek közelében. Élesztőkben az összes H3K4 metilációt a Set1 komplex katalizálja (COMPASS/Set1C). A pontos mechanizmus, hogy bizonyos régiók, hogyan válnak forróponttá kevéssé ismert. Újgenerációs szekvenálás segítségével, megmutattuk, hogy az Spp1 a Set1C-től független alcsoportban van jelen a meiotikus progresszió alatt. Valamint, ez alcsoport eltérő kromatin kötési dinamikával és biológiai funkcióval rendelkezik. Funkcióvesztett mutánsok (Spp1PHD∆, Spp1CxxC∆, H3R2A és H3K4R) vizsgálatával megmutattuk, hogy az Spp1 kromoszómatengelyhez való megfelelő lokalizációjához szükséges: a Mer2-kötő motívum (CxxC), a PHD-ujj domén és a módosítható hiszton oldalláncok (H3K4me3 és H3R2me2s) jelenléte.

(1) RNA-DNA hybrids (R-loops) are prevalent epigenetic features existing in every level of the tree of life. R-loops form when an RNA molecule anneals to a homologous DNA molecule, creating an RNA-DNA hybrid and a displaced single stranded DNA. Early scientific research considered R-loops as potential hotspots for genome instability as their single stranded part is prone to damaging DNA and can introduce mutations or chromosomal rearrangements. However, a growing body of evidence suggests that R-loops massively form under physiological conditions affecting critical cellular processes such as transcription factor binding, gene expression or heterochromatin formation. Therefore, accurate identification and characterization of these structures are of key importance. In this study, we systematically screened and determined the possible confounding effects related to the key experimental variables during R-loop detection, using DNA-RNA immunoprecipitation. Based on our results fragmenting nucleic acid by sonication and omitting RNase A digestion could improve the specificity of RNA-DNA hybrid detection. Moreover, we showed that restriction enzyme digestion leads to overrepresentation of lengthy DRIP-fragments, especially in the first exons. This biased genome sampling is compromising the mapping resolution of the method and the precise association of a subset of R-loops to biological functions. (2) Meiosis and meiotic recombination are the essence of heredity and evolutional variability. Recombination occurs as a programmed event that results in new combinations of parental alleles via crossover and non-crossover pathways. It has been directly confirmed, that meiotic recombination is initiated by the formation of DNA double-strand breaks (DSBs) during early prophase I. The process is catalyzed at the chromosome axis by a conserved topoisomerase-like enzyme, Spo11. Recently, high throughput technologies mapped DSBs in several different organisms. These studies provided evidence that DSBs are discreetly scattered along the genome forming DSB hotspots and regulated at multiple levels. These hotspots are often accumulated within nucleosome-free and GC-rich intergenic regions flanked by H3K4me3 histone marks near promoter regions in Saccharomyces cerevisiae (S. cerevisiae). In S. cerevisiae, all H3K4 methylation is catalyzed by the Set1 complex (COMPASS/Set1C). However, the mechanism by specific sites became hotspots and anchored to the chromosomal axis is poorly understood. Using high throughput sequencing we revealed Set1C independent Spp1 subpopulation during meiotic progression with different binding kinetics and biological functions. By analyzing loss of function mutants; Spp1PHD∆, Spp1CxxC∆, H3R2A and H3K4R mutants, we revealed that proper localization of Spp1 to chromosome axial sites requires: (1) the Mer2-binding (CxxC) motif of Spp1; (2) to a lesser extent, the PHD finger domain; and (3) the presence of histone modifications and modifiable residues (H3K4me3 and H3R2me2s).